مقدمه
سرطان دهانه رحم در زنان بسیار شایع است. از‌نظر شیوع در ایران، دومین رتبه پس از سرطان سینه دارد و ازنظر مرگ‌و‌میر نیز پس از سرطان تخمدان، رتبه دوم را به خود اختصاص داده است [1]. از معمولی‌ترین روش‌های درمان سرطان، شیمی‌درمانی است. داروهای شیمی‌درمانی اثرات سمی متعددی، از‌جمله مشکلات گوارشی، تنفسی، عصبی، ناباروری و غیره دارند. این اثرات به کاهش کیفیت زندگی منجر می‌شوند [2].
دوکسوروبیسین یکی از قوی‌ترین و پیشروترین داروهای شیمی‌درمانی در گروه آنتراسایکلین است [3]. داروی ضد‌سرطانی دوکسوروبیسین آنتی‌بیوتیکی با طیف وسیع از عملکرد ضد‌توموری و ضد‌سرطانی است [4] و برای درمان بسیاری از سرطان‌ها مانند معده، پستان، ریه، تخمدان، استخوان، بیماری هوچکین و سرطان خون استفاده می‌شود [5, 6] و مانند سایر داروهای شیمی‌درمانی، عوارض جانبی زیادی دارد که می‌تواند به تب، مسمومیت قلبی، ریوی و غیره منجر شود [7, 8]. 
اثر مخرب دوکسوروبیسین به‌طور عمده به‌دلیل تولید گونه‌های اکسیژن فعال است [9]. رادیکال‌های آزاد تولید‌شده با دوکسوروبیسین به اسیدهای چرب لیپیدهای غشایی حمله می‌کنند و به پراکسیداسیون چربی و در‌نهایت به مرگ سلولی منجر می‌شوند [10]. دوکسوروبیسین به پراکسیداسیون لیپید و استرس اکسیداتیو منجر می‌شود [11].
روابط متقابل بین استرس اکسیداتیو و سرطان پیچیده است [12]. تغییرات سطح استرس اکسیداتیو می‌تواند در بروز و پیشرفت سرطان نقش مهمی داشته باشد [13]. اسیدهای چرب غیراشباع نسبت به تغییرات استرس اکسیداتیو بسیار حساس هستند و پراکسیداسیون آن‌ها به تشکیل آلدئیدهای فعال از‌قبیل مالون‌دی‌آلدئید منجر می‌شود [14]. مالون‌دی‌آلدئید برای اندازه‌گیری استرس اکسیداتیو استفاده می‌شود. مالون‌دی‌آلدئید با ایجاد ضایعاتی در ماکرومولکول‌ها، آنزیم‌ها و دی‌ان‌ای به‌عنوان عاملی جهش‌زا و در‌نتیجه سرطان‌زا معرفی شده ‌است [15]. 
مصرف برخی داروهای ضد‌سرطانی و دوره‌های شیمی‌درمانی و پرتودرمانی می‌تواند پراکسیداسیون لیپیدی را تحریک کند [16]. تزریق دوکسوروبیسین به افزایش بارز در سطح مالون‌دی‌آلدئید و کاهش فعالیت آنتی‌اکسیدان‌ها در بافت‌های مختلف منجر می‌شود [17]. یکی از اصلی‌ترین مشکلات استفاده از داروهای شیمیایی مانند دوکسوروبیسین، سمیت آن بر سلول‌ها و بافت‌های میزبان است و این روش درمانی باتوجه‌به عوارض متعدد و سیستمیک آن از درمان‌های مناسب نبوده و جایگزین روش درمانی کم‌خطرتر مورد توجه پژوهشگران است [18].
امروزه از بزاق یا به‌عبارتی زهر مارها می‌توان انواع داروها، سرم و واکسن تهیه کرد [19, 20]. زهر مار خاصیت اسیدی دارد و از مجموعه‌ای شامل پروتئین‌ها مانند نوروتوکسین، کاردیوتوکسین، سیتوتوکسین‌ها، میوتوکسین‌ها، مواد منعقد‌کننده و ضد‌انعقادی و آنزیم‌هایی مانند پروتئازها، اکسیدازها، فسفولیپازها و غیره تشکیل شده ‌است که بین تمام زهرهای طبیعی بیشترین پیچیدگی را دارد [21, 22]. مطالعه لی و همکاران، بیانگر اثر ضد‌سرطانی سموم مختلف مار بر رشد و تکثیر سلول‌های سرطانی است [23]. کالمت و همکاران از زهر مار کبری برای درمان سرطان در موش استفاده کردند [24].
ناجا ناجا اکسیانا گونه‌ای از مار کبری در آسیای مرکزی است. این گونه مختص به خانواده Elapidea و بر سیستم عصبی تأثیر دارد [25]. این سم حاوی نوروتوکسین، سیتوتوکسین و کاردیوتوکسین است [26]. نوروتوکسین II آزاد‌شده از سم مار می‌تواند باعث ایجاد آپوپتوز شود [27]. باتوجه‌به اثرات درمانی زهر و همچنین عوارض جانبی و زیاد داروهای شیمی‌درمانی، انجام مطالعه‌ای در‌زمینه اثرات ضد‌سرطانی این سم ضروری به‌نظر می‌رسد. مطالعه حاضر با هدف بررسی اثرات سم مار کبرای خزر در مقایسه با داروی دوکسوروبیسین بر نرخ تکثیر و میزان پراکسیداسیون لیپیدی سلول‌های سرطانی دهانه رحم انسان ( هلا) و سلول‌های فیبروبلاست انجام شده ‌است.
مواد و روش‌ها
کشت سلول 
به‌منظور انجام این پژوهش کاربردی، سلول‌های سرطانی دهانه رحم انسانی و سلول‌های فیبروبلاست از بانک سلولی انستیتو پاستور ایران (106×2 سلول) در محیط حاوی 90 درصد سرم جنین گاوی و 10 درصد دی متیل سولفوکساید خریداری شد. این سلول‌ها در محیط حاوی 90 درصد سرم جنین گاوی و 10 درصد دی متیل سولفوکساید قرار داشتند. سلول‌ها در شرایط استریل در محیط کشتDMEM) )، سرم جنین گاوی 10 درصد، بافر بیکربنات پتاسیم و آنتی بیوتیک پنیسیلین ‌1 درصد و استرپتومایسین 1 درصد در دمای 37 درجه کشت داده شد. سپس داخل انکوباتور (میزان 5 درصد CO2 و دمای 37 درجه سانتی‌گراد) قرار داده شد. در این پژوهش، تیمارهای سلولی با داروی دوکسوروبیسن و نیز سم مار ناجا ناجا اکسیانا در مؤسسه تحقیقاتی واکسن و سرم رازی کرج، ایران با غلظت‌های (1، 10، 50، 100 و 500 میکروگرم بر میلی‌لیتر) [28] و به‌مدت 24 و 48 ساعت درنظر گرفته شد.
بررسی نرخ تکثیر
 برای بررسی میزان نرخ تکثیر، سلول‌ها در پلیت 96 خانه کشت داده شدند. بعد از هر تیمار، سلول‌ها با سرم جنین گاوی شسته و تریپسینه شدند و سوسپانسیون سلولی از هر گروه آماده شد. برای بررسی نرخ تکثیر سلول، رنگ‌آمیزی با تریپان بلو و شمارش سلول‌ها انجام شد. تعداد سلول‌ها در هر میلی‌لیتر بررسی شد.
سنجش پراکسیداسیون لیپیدی
مالون‌دی‌آلدئید یکی از عواملی است که در اثر پراکسیداسیون لیپیدی و آسیب مستقیم سلولی ایجاد می‌شود. بنابراین برای سنجش پراکسیداسیون لیپیدی، غلظت مالون‌دی‌آلدئید بررسی می‌شود. با استفاده از کیت سنجش پراکسیداسیون لیپید (کیا زیست، ایران) و باتوجه‌به دستورالعمل آن، غلظت مالون‌دی‌آلدئید اندازه‌گیری شد. در این آزمایش مالون‌دی‌آلدئید با تیوباربیتوریک اسید کمپلکس تشکیل داده، در طول موج نوری532 نانومتر جذب دارد. جذب نوری با دستگاه قرائت‌گر الایزا (ELx808 microplate reader BioTek, UK) خوانده شد. غلظت MDA از منحنی استاندارد تعیین شد.
تحلیل آماری
 از‌نظر آماری تمام نتایج به‌صورت میانگین‌±‌انحراف‌معیار بیان شد. با نرم‌ا‌فزار‌ SPSS نسخه 19 تجزیه‌و‌تحلیل آماری داده‌ها انجام شد. آزمون‌های آنووای یک‌راهه و توکی انجام و معناداری در سطح (P≤0/05) در‌نظر گرفته شد. نمودارها با برنامه‌ Graphpad Prism 5 ترسیم شد.
یافته‌ها
تأثیر بازدارندگی داروی دوکسوروبیسین بر رده سلولی سرطانی هلا و نرمال فیبروبلاست: به‌منظور بررسی تأثیر داروی دوکسوروبیسین بر نرخ تکثیر رده سلولی سرطانی هلا و فیبروبلاست نرمال، 5 غلظت (1، 10، 50، 100 و 500 میکروگرم بر میلی‌لیتر) از دارو تهیه شد و در 2 زمان مختلف (24 و 48 ساعت) ارزیابی شد (تصویرهای شماره 1، 2). 

نتایج به‌دست‌آمده از شمارش سلول‌ها در هر میلی‌لیتر نشان می‌دهد با افزایش غلظت داروی دوکسوروبیسین، نرخ تکثیر سلول‌ها کاهش می‌یابد که این کاهش در غلظت 500 میکرو‌گرم بر میلی‌لیتر به‌مدت 24 ساعت معنادار بود. نرخ تکثیر حاصل تقسیم تعداد سلول‌ها بعد از تیمار به تعداد اولیه سلول‌هاست که چون 2 عدد به هم تقسیم می‌شوند، فاقد واحد است.
اثرات بازدارندگی سم مار ناجا ناجا اکسیانا بر رده سلولی سرطانی HeLa و فیبروبلاست نرمال 
برای بررسی نرخ تکثیر سلول‌های سرطانی هلا و فیبروبلاست نرمال HFF تیمارشده با سم مار غلظت‌های (1، 10، 50، 100 و500 میکروگرم بر میلی‌لیتر) از سم مار تهیه و 2 مدت زمان 24 و 48 ساعت در‌نظر گرفته شد (تصویرهای شماره 3، 4).

نتایج نشان می‌دهد با افزایش غلظت سم مار، نرخ تکثیر سلول‌ها کاهش می‌یابد که این کاهش در سلول‌های سرطانی هلا معنادار بود، اما در سلول‌های طبیعی فیبروبلاست معنادار نبود. علاوه‌بر‌این، سم مار در مقایسه با داروی دوکسوروبیسین، نرخ تکثیر سلول‌های سرطانی را بیشتر کاهش می‌دهد و نیز بر سلول‌های نرمال فیبروبلاست تأثیر چندانی ندارد. در‌صورتی‌که کاهش نرخ تکثیر سلول‌های نرمال فیبروبلاست تیمار‌شده با داروی دوکسوروبیسین به‌خوبی مشاهده می‌شود.
تأثیر دوکسوروبیسین بر رده سلولی سرطانی هلا و فیبروبلاست نرمال از‌نظر استرس اکسیداتیو
محتوای مالون‌دی‌آلدئید به‌عنوان محصول نهایی پراکسیداسیون لیپیدی اندازه‌گیری شد. شکل و میزان مالون‌دی‌آلدئید در رده‌های سلولی سرطانی هلا ‌و فیبروبلاست نرمال تیمار‌شده با غلظت‌های مختلف دوکسوروبیسین به‌مدت 24 و 48 ساعت را نشان می‌دهد (تصویرهای شماره 5، 6).

همان‌طور که مشخص است میزان غلظت مالون‌دی‌آلدئید با افزایش غلظت و زمان افزایش می‌یابد. میزان غلظت مالون‌دی‌آلدئید در غلظت 500 میکروگرم بر میلی‌لیتر، در هر 2 زمان، به‌طور معناداری افزایش می‌یابد. مقدار مالون‌دی‌آلدئید گروه تیمار به مقدار کنترل تقسیم شده ‌است؛ بنابراین فاقد واحد است [29].
اثرات سم مار ناجا ناجا اکسیانا بر رده سلولی سرطانی هلا و فیبروبلاست نرمال از‌نظر استرس اکسیداتیو 
نتایج به‌دست‌آمده از آزمایش‌های مربوط به سنجش مالون‌دی‌آلدئید در رده‌های سلولی سرطانی هلا ‌و فیبروبلاست نرمال تیمار‌شده با غلظت‌های (1، 10، 50، 100 و 500 میکروگرم بر میلی‌لیتر) از سم مار در تصویرهای شماره 7 و 8 مشخص است.

نتایج به‌وضوح نشان می‌دهد غلظت مالون‌دی‌آلدئید در رده سلولی سرطانی بیشتر از رده سلولی نرمال است. همچنین میزان مالون‌دی‌آلدئید در سلول‌های نرمال تیمار‌شده با سم مار در مقایسه با داروی دوکسوروبیسین بسیار کمتر است.
بحث
امروزه درمان‌های بسیاری برای سرطان وجود دارد که از شایع‌ترین آن‌ها استفاده از داروهای شیمیایی یا به اصطلاح شیمی‌درمانی است. یکی از این داروها، آنتراسایکلین بسیار مؤثری به نام دوکسوروبیسین یا آدریامایسین است. این دارو به‌تنهایی یا در ترکیب با سایر داروهای شیمیایی برای درمان نئوپلاسم‌های مختلف استفاده می‌شود، اما استفاده بالینی از این داروی ضدسرطانی به‌علت سمیت وابسته به دُز آن محدود شده‌است [30].
داروهای ضد‌سرطانی فعلی عوارض جانبی مختلف و سمی دارد. تلاش‌ها برای تولید عوامل ضد‌سرطان جدید، به‌ویژه از غربالگری ترکیبات طبیعی ادامه دارد [31]. منبع اصلی برای انواع ترکیبات فعال زیستی، سموم حیوانات است [32]. برخی از این سموم اثرات دارویی مختلفی القا می‌کنند [33]. مشخص شده ‌است که سم مار به سمیت سلولی در انواع سلول‌های مختلف توموری منجر می‌شود و استفاده از سم مار می‌تواند سلول‌های تومور را کاهش دهد [34 ,35, 36].
اهن و همکاران نشان دادند سم شاه کبری از تکثیر سلولی در سارکوم فیبروبلاستیک، سرطان تخمدان، سرطان روده بزرگ، معده جلوگیری می‌کند [37]. سم مار ناجا ناجا اکسیانا از سیتو و کاردیوتوکسین سرشار است و توانایی ایجاد آپوپتوز در سلول‌های سرطانی را دارد [38, 39]. مطالعه فئوفانوو و همکاران درباره سیتوتوکسین‌های زهر کبرای خزر نشان داد سیتوتوکسین‌های I و II به‌راحتی به سلول‌های سرطانی زنده نفوذ می‌کنند و به مرگ سلولی در این سلول‌ها منجر می‌شوند [40].
در مطالعه حاضر، اثر سم مار‌ ناجا ناجا اکسیانا علیه سلول‌های سرطانی هلا و فیبروبلاست در مقایسه با داروی دوکسوروبیسین بررسی شد. بدین‌منظور 5 غلظت (1، 10، 50، 100 و 500 میکروگرم بر میلی‌لیتر) از سم و دارو و مدت 24 و 48 ساعت در‌نظر گرفته شد. نتایج نشان داد نرخ تکثیر سلول‌های سرطانی هلا و فیبروبلاست تیمار‌شده با سم مار و دارو، با افزایش غلظت و زمان کاهش می‌یابد که این کاهش در سلول‌های سرطانی هلا بیشتر از سلول‌های نرمال فیبروبلاست بود. 
در مطالعه درخشانی و همکاران، سیتوتوکسین استخراج‌شده از سم مار نرخ تکثیر سلول‌های سرطان پستان را کاهش می‌دهد و اثرات ضدتکثیری دارد و می‌تواند نویدبخش کاندیدای درمان سرطان پستان باشد [41]. پروتئین NN-32 از سم مار ناجا ناجا اکسیانای هند، اثرات سیتوتوکسیک بر کارسینومای عضلات ارلیچ موش‌ها دارد و اندازه تومور را کاهش داده و بقای حیوانات را افزایش می‌دهد [42]. 
ژانگ و همکاران نشان دادند پروتئین ACTX-6 استخراج‌شده نوعی سم مار، می‌تواند آپوپتوز سلول‌های هلا را افزایش ‌دهد [43]. پروتئین کاردیوتوکسیک/سیتوتوکسیک جدا‌شده از مار کبری به‌طور قابل‌توجهی می‌تواند رشد سلول‌های لوسمی U937 و K562 ‌را در انسان به روشی وابسته به دُز و زمان مهار کند [44].
بنابراین از سم مار به‌دلیل خواص شیمیایی و بیولوژیکی برای درمان انواع مختلفی از سرطان استفاده شده ‌است. علاوه‌بر‌این، گزارش‌ها نشان می‌دهد سموم مار قادر به القای سیگنالینگ آپوپتوز هستند [45]. نقص در فرایند آپوپتوز در توسعه سرطان و همچنین پاسخ ضعیف به درمان، مانند شیمی‌درمانی نقش مهمی دارد. هدف از این روش‌های درمانی طبیعی، تحریک سیگنالینگ آپوپتوز در سلول‌های هدف است و می‌تواند در تنظیم تکامل و توسعه درمان سرطان نقش مهمی داشته باشد. بنابراین القای آپوپتوز، استراتژی حیاتی برای درمان سرطان است [46]. 
مطالعات مختلف حاکی از آن است که سم مار با افزایش گونه‌های فعال اکسیژن و ایجاد استرس اکسیداتیو به القای آپوپتوز منجر می‌شود [47]. استرس اکسیداتیو با تأثیر بر مسیر داخلی و خارجی آپوپتوز در تنظیم آن نقش مهمی ایفا می‌کند. در‌صورت ادامه یافتن استرس اکسیداتیو، آسیب‌های اکسیداتیو به بیومولکول‌های حیاتی وارد‌آمده و تجمع این آسیب‌ها به برخی اثرات بیولوژیکی مانند تغییر در انتقال پیام، تغییر در بیان ژن، جهش و مرگ سلولی منجر ‌می‌شود [48]. 
سلول‌ها به‌سرعت با مجموعه‌ای از پاسخ‌های بیولوژیکی مانند توقف چرخه سلولی، رونویسی از ژن، عدم تعادل اکسیداسیون و احیا پاسخ می‌دهند. به احتمال زیاد این وقایع اولیه تعیین‌کننده سرنوشت سلول خواهد بود که آیا سلول دچار نکروز، پیری یا آپوپتوز شود یا زنده مانده و تکثیر یابد [49]. میزان سطح استرس اکسیداتیو در تنظیم فرایند آپوپتوز بسیار مهم است. افزایش سطوح استرس اکسیداتیو در بیماران مبتلابه سرطان با روند بیماری، آسیب بافت‌ها، مصرف داروهای ضد‌سرطانی و دوره‌های شیمی‌پرتودرمانی ارتباط دارد [16]. 
برخی داروهای شیمی‌درمانی به افزایش بیش از حد سطح استرس اکسیداتیو در بافت‌ها منجر می‌شوند که در‌نتیجه آن بافت‌های سالم نیز آسیب می‌بینند [50]. به‌نظر می‌رسد مهم‌ترین علت مسمومیت دوکسوروبیسین در بافت کبد و قلب، آسیب ناشی از رادیکال‌های آزاد باشد [51]. به‌عبارت‌دیگر، درمان به‌وسیله دوکسوروبیسین به تولید بیش از حد رادیکال‌های آزاد در درون سلول منجر شده که از این طریق باعث ایجاد استرس اکسیداتیو می‌شود و با بروز اختلال در موازنه اکسیدانت‌ها و آنتی‌اکسیدانت‌ها به سلول آسیب می‌رساند [30]. 
یافته‌های مطالعه حسینی و همکاران مؤید اثرات منفی دوکسوروبیسین، از‌قبیل استرس اکسیداتیو و آسیب بافتی ایجاد‌شده در کبد و قلب است که به‌وسیله تعادل نداشتن مقادیر آنتی‌اکسیدانتی و پروتئین‌های استرسی در هر 2 بافت نمایان شد [52]. تزریق دوکسوروبیسین به افزایش بارز در سطح مالون‌دی‌آلدئید و کاهش فعالیت آنتی‌اکسیدان‌ها در بافت‌های مختلف منجر می‌شود [17]. 
مطالعه هاشمی نیز نشان می‌دهد شاخص مالون‌دی‌آلدئید در گروه تیمار‌شده با دوکسوروبیسین افزایش داشته ‌است [53]. نتایج پژوهش اشرفی و همکاران نیز در همین راستا نشان داد القای دوکسوروبیسین موجب افزایش معنادار مالون دی آلدئید و نیتریک اکساید و کاهش معنادار فعالیت سوپر اکسید دیسموتاز در بافت‌های قلب و کبد شد [54].
در مطالعه حاضر نیز افزایش میزان مالون‌دی‌آلدئید در سلول‌های سرطانی هلا و نرمال فیبروبلاست تیمار‌شده با داروی دوکسوروبیسین نسبت به کنترل، مشاهده شد. میزان مالون‌دی‌آلدئید در رده‌های سلولی سرطانی و نرمال که تحت تأثیر سم مار ناجا ناجا اکسیانا بودند نیز افزایش داشت که این افزایش مالون‌دی‌آلدئید در سلول‌های سرطانی نمایان‌تر بود. 
یافته‌های مطالعه فخری و همکاران نشان داد سم مار ناجا ناجا اکسیانا باعث افزایش سطح گونه‌های اکسیژن واکنش‌پذیر در رده سلولی سرطان روده بزرگ می‌شود، اما در رده سلولی سالم مشاهده نشد [55]. ابراهیم و همکاران نیز بیان کردند سم مار ناجا ناجا اکسیانا‌ القا‌کننده قوی آپوپتوز از‌طریق چرخه استرس اکسیداتیو در رده‌های سلول سرطانی HepG2 ،MCF7 و DU145 ‌است که حداقل اثرات را بر سلول‌های طبیعی دارد [26]. 
مطالعه سیدی نشان داد سم مارناجا ناجا اکسیانا باعث افزایش سطح گونه‌های اکسیژن فعال می‌شود و از این طریق آپوپتوز رخ می‌دهد [56]. در مطالعه انگجی و همکاران مشخص شد سطح آنزیم لاکتات دهیدروژناز که با چرخه اکسیداتیو ارتباط دارد به‌دنبال تزریق سم مار افزایش می‌یابد، اما این افزایش از‌نظر آماری معنادار نبود [57].
نتایج تحقیق ما نیز در راستای نتایج مطالعات دیگر، تأیید‌کننده اثر احتمالی ضد‌سرطانی سم مار ناجا ناجا اکسیانا در مقایسه با داروی دوکسوروبیسین بر رده سلولی سرطانی هلا است. بنابراین می‌توان بیان کرد این نوع شیوه درمان در مهار سلول‌های سرطانی می‌تواند مفید باشد. با انجام تحقیقات گسترده‌تر و مطالعات تکمیلی بر رده‌های سلولی سرطانی متعدد و نیز در ‌مقایسه با سایر داروهای رایج شیمی‌درمانی مانند سیکلوفسفامید و غیره می‌توان از این روش در درمان سرطان بهره برد.
نتیجه‌گیری
سم مار ناجا ناجا اکسیانا در مقایسه با داروی رایج دوکسوروبیسین بیشترین اثر مهارکنندگی را بر رده سلولی سرطانی و کمترین میزان تأثیرگذاری را بر رده سلولی نرمال دارد و با افزایش غلظت و زمان تیمار سلول‌های سرطانی با سم مار، نرخ تکثیر در سلول‌ها کاهش و غلظت مالون‌دی‌آلدئید افزایش می‌یابد.

ملاحظات اخلاقی
پیروی از اصول اخلاق پژوهش
این پژوهش با کد IR.IAU.FALA.REC.1398.301 در کمیته اخلاق دانشگاه آزاد اسلامی واحد فلاورجان تأیید شده ‌است.

حامی مالی
این مقاله برگرفته از طرح پژوهشی دانشگاه آزاد اسلامی واحد فلاورجان با کد طرح 28367/301 است.

مشارکت نویسندگان
تحلیل آماری: جابر ظفری؛ پژوهش: فاطمه جوانی جونی؛ تحلیل آماری و نگارش نسخه اولیه: الهه شمس؛ بررسی نهایی و تأیید: علی اصغر رستگاری.

تعارض منافع
بنابر اظهار نویسندگان، این مقاله تعارض منافع ندارد.

تشکر و قدردانی
 نویسندگان این مقاله از تمام مسئولانی که در به ثمر رسیدن این پژوهش یاری‌گر بودند، تشکر می‌کنند.

 

References
1.Moradi A, Eivazi Arvanagh N, Chekerzehi A, Hemmati M, Shahmoradi HR. [Melittin inhibit Rac1 expression in cervical cancer cell, hela cell (Persian)]. Journal of Laboratory & Diagnosis. 2014; 6(24):40-5. [Link]
2.Keskar V, Mohanty PS, Gemeinhart EJ, Gemeinhart RA. Cervical cancer treatment with a locally insertable controlled release delivery system. Journal of Controlled Release: Offcial Journal of The Controlled Release Society. 2006; 15(3):280-8. [DOI:10.1016/j.jconrel.2006.08.014] [PMID] [PMCID]
3.Chen C, Lu L, Yan S, Yi H, Yao H, Wu D, et al. Autophagy and doxorubicin resistance in cancer. Anti-Cancer Drugs. 2018; 29(1):1-9. [PMID]
4.Xu M, Sheng L, Zhu X, Zeng S, Chi D, Zhang GJ. Protective effect of tetrandrine on doxorubicininduced cardiotoxicity in rats. Tumori Journal. 2010; 96(3):460-4. [DOI:10.1177/030089161009600314] [PMID]
5.Mohammadi M, Arabi L, Alibolandi M. Doxorubicin-loaded composite nanogels for cancer treatment. Journal of Controlled Release. 2020; 328:171-91. [DOI:10.1016/j.jconrel.2020.08.033] [PMID]
6.Zhao Y, Alakhova DY, Zhao X, Band V, Batrakova EV, Kabanov AV. Eradication of cancer stem cells in triple negative breast cancer using doxorubicin/pluronic polymeric micelles. Nanomedicine: Nanotechnology, Biology and Medicine. 2020; 24:102124. [PMID] [PMCID]
7.Ma Z, Xu L, Liu D, Zhang X, Di S, Li W, et al. Utilizing melatonin to alleviate side effects of chemotherapy: A potentially good partner for treating cancer with ageing. Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2020; 2020:6841581. [DOI:10.1155/2020/6841581] [PMID] [PMCID]
8.Zanuso V, Fregoni V, Gervaso L. Side effects of adjuvant chemotherapy and their impact on outcome in elderly breast cancer patients: A cohort study. Future Science OA. 2020; 6(9):FSO617. [DOI:10.2144/fsoa-2020-0076] [PMID] [PMCID]
9.Ertekin MV, Koçer I, Karslioğlu I, Taysi S, Gepdiremen A, Sezen O, et al. Effects of oral Ginkgo biloba supplementation on cataract formation and oxidative stress occurring in lenses of rats exposed to total cranium radiotherapy. Japanese Journal of Ophthalmology. 2004; 48(5):499-502. [PMID]
10.Kumar V, Abbas AK, Aster JC. Robbins & cotran pathologic basis of disease. Philadelphia: Saunders/Elsevier. 2010. [Link]
11.Rezaeyan A, Haddadi G H, Hosseinzadeh M. [Evaluating superoxide dismutase (SOD), glutathione (GSH), malondialdehyde (MDA) and the histological changes of the lung tissue after γ-Irradiation in Rats (Persian)]. Journal of Advanced Biomedical Sciences. 2016; 6(2):235-45. [Link]
12.Barrera G. Oxidative stress and lipid peroxidation products in cancer progression and therapy. ISRN Oncology. 2012; 2012:137289. [PMID] [PMCID]
13.Kruk J. Overweight, obesity, oxidative stress and the risk of breast cancer. Asian Pacific Journal of Cancer Prevention. 2014; 15(22):9579-86. [PMID]
14.Ayala A, Muñoz MF, Argüelles S. Lipid peroxidation: Production, metabolism, and signaling mechanisms of malondialdehyde and 4-hydroxy-2-nonenal.Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2014; 2014:360438. [PMID] [PMCID]
15.Gonenc A, Ozkan Y, Torun M, Simsek B. Plasma malondialdehyde (MDA) levels in breast and lung cancer patients. Journal of Clinical Pharmacy and Therapeutics. 2001; 26(2):141-4. [DOI:10.1046/j.1365-2710.2001.00334.x] [PMID]
16.Abdel-Salam O, Youness E, Hafez H. The antioxidant status of the plasma in patients with breast cancer undergoing chemotherapy. Open Journal of Molecular and Integrative Physiology. 2011; 1(3):29-35. [DOI:10.4236/ojmip.2011.13005]
17.Blech DM, Borders CL. Hydroperoxide anion, HO-2, is an affinity reagent for the inactivation of yeast Cu,Zn superoxide dismutase: Modification of one histidine per subunit. Archives of Biochemistry and Biophysics. 1983; 224(2):579-86. [DOI:10.1016/0003-9861(83)90245-X]
18.Hashemipour M, Mehrabizadeh-Honarmand H, Falsafi F, Rajabalian S, Hosseini R. [Cytotoxic effects of Cyclooxygenase enzyme inhibitor drugs (COX1, COX2) on KB cell line: An in-vitro study (Persian)]. Journal of Iranian Dental Association. 2009; 21(3):171-80. [Link]
19.Cruz LS, Vargas R, Lopes AA. Snakebite envenomation and death in the developing world. Ethnicity & Disease. 2009; 19(1 Suppl 1):S1-42-6. [PMID]
20.Haji R. Venomous snakes and snake bite. Gravenhurst: Zoocheck Canada Inc; 2000. [Link]
21.Bailey P, Wilce J. Venom as a source of useful biologically active molecules. Emergency Medicine. 2001; 13(1):28-36. [PMID]
22.Williams D, Welton R. The composition and actions of Papua New Guinean snake venoms. In Williams D, Jensen SD, Winkel KD, editors. Clinical management of snakebite in papua New Guinea. Melbourne: Australian Venom Research Unit; 2000. [Link]
23.Li L, Huang J, Lin Y. Snake venoms in cancer therapy: Past, present and future. Toxins. 2018; 10(9):346. [PMID] [PMCID]
24.Pal SK, Gomes A, Dasgupta SC, Gomes A. Snake venom as therapeutic agents: From toxin to drug development. Indian Journal of Experimental Biology. 2002; 40(12):1353-8. [PMID]
25.Jamunaa A, Vejayan J, Halijah I, Sharifah S, Ambu S. Cytotoxicity of Southeast Asian snake venoms. Journal of Venomous Animals and Toxins including Tropical Diseases. 2012; 18(2):150-6. [DOI:10.1590/S1678-91992012000200004]
26.Ebrahim K, Vatanpour H, Zare A, Shirazi FH, Nakhjavani M. Anticancer activity a of caspian cobra (Naja naja Oxiana) snake venom in human cancer cell lines via induction of apoptosis. Iranian Journal of Pharmaceutical Research. 2016; 15(Suppl):101-12. [PMID]
27.Strizhkov BN, Blishchenko EY, Satpaev DK, Karelin AA. Both neurotoxin II from venom of Naja naja oxiana and its endogeneous analogue induce apoptosis in tumor cells. FEBS letters. 1994; 340(1-2):22-4. [DOI:10.1016/0014-5793(94)80165-7]
28.Soleimani S, Azarnia M, Sharifi Z, Soleimani H, Zamanian M. [Evaluation of the Hemiscorpius lepturus scorpion venom on cell viability of K-562 cell line (Persian)]. Complementary Medicine Journal. 2016; 5(4):1364-74. [Link]
29.Tajvidi E, Nahavandizadeh N, Pournaderi M, Pourrashid AZ, Bossaghzadeh F, Khoshnood Z. Study the antioxidant effects of blue-green algae Spirulina extract on ROS and MDA production in human lung cancer cells. Biochemistry and Biophysics Reports. 2021; 28:101139. [PMID]
30.Nagai K, Fukuno S, Oda A, Konishi H. Protective effects of taurine on doxorubicin-induced acute hepatotoxicity through suppression of oxidative stress and apoptotic responses. Anticancer. Drugs. 2016; 27(1):17-23. [PMID]
31.Liu CC, Yang H, Zhang LL. Biotoxins for cancer therapy. Asian Pacific Journal of Cancer Prevention. 2014; 15(12):4753-8. [PMID]
32.Andreotti N, Jouirou B, Mouhat S, Mouhat L, Sabatier JM. Therapeutic value of peptides from animal venoms. Comprehensive Natural Products II. 2010; 5:287-303. [DOI:10.1016/B978-008045382-8.00114-3]
33.Kini RM, Doley R. Structure, function and evolution of three-finger toxins: Mini proteins with multiple targets. Toxicon. 2010; 56(6):855-67. [PMID]
34.Chaim-Matyas A, Borkow G, Ovadia M. Isolation and characterization of a cytotoxin P4 from the venom of Naja nigricollis nigricollis preferentially active on tumor cells. Biochemistry International. 1991; 24(3):415-21. [PMID]
35.Stevens-Truss R, Messer WS Jr, Hinman CL. Heart and T-lymphocyte cell surfaces both exhibit positive cooperativity in binding a membrane-lytic toxin. The Journal of Membrane Biology. 1996; 150(1):113-22. [DOI:10.1007/s002329900035] [PMID]
36.Chen YH, Hu CT, Yang JT. Membrane disintegration and hemolysis of human erythrocytes by snake venom cardiotoxin (a membrane-disruptive polypeptide). Biochemistry International. 1984; 8(2):329-38. [PMID]
37.Ahn MY, Lee BM, Kim YS. Characterization and cytotoxicity of L-amino acid oxidase from the venom of king cobra (Ophiophagus hannah). The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 1997; 29(6):911-9. [DOI:10.1016/S1357-2725(97)00024-1]
38.Son DJ, Park MH, Chae SJ, Moon SO, Lee JW, Song HS, et al. Inhibitory effect of snake venom toxin from Vipera lebetina turanica on hormone-refractory human prostate cancer cell growth: Induction of apoptosis through inactivation of nuclear factor kappaB. Molecular Cancer Therapeutics. 2007; 6(2):675-83. [PMID]
39.Thangam R, Gunasekaran P, Kaveri K, Sridevi G, Sundarraj S, Paulpandi M, et al. A novel disintegrin protein from Naja naja venom induces cytotoxicity and apoptosis in human cancer cell lines in-vitro. Process Biochemistry. 2012; 47(8):1243-9. [DOI:10.1016/j.procbio.2012.04.020]
40.Feofanov AV, Sharonov GV, Astapova MV, Rodionov DI, Utkin YN, Arseniev AS. Cancer cell injury by cytotoxins from cobra venom is mediated through lysosomal damage. The Biochemical Journal. 2005; 390(Pt 1):11-8. [PMID]
41.Derakhshani A, Silvestris N, Haji-Asgarzadeh K, Mahmoudzadeh S, Fereidouni M, Paradiso AV, et al. Expression and Characterization of a novel recombinant cytotoxin II from Naja naja oxiana venom: A potential treatment for breast cancer. International Journal of Biological Macromolecules. 2020, 162:1283-92. [DOI:10.20944/preprints202005.0098.v1]
42.Das T, Bhattacharya S, Halder B, Biswas A, Das Gupta S, Gomes A, et al. Cytotoxic and antioxidant property of a purified fraction (NN-32) of Indian Naja naja venom on Ehrlich ascites carcinoma in BALB/c mice. Toxicon. 2011. 57(7-8):1065-72. [PMID]
43.Zhang L, Wei LJ. ACTX-8, a cytotoxic L-amino acid oxidase isolated from Agkistrodon acutus snake venom, induces apoptosis in Hela cervical cancer cells.Life Sciences. 2007; 80(13):1189-97. [PMID]
44.Debnath A, Saha A, Gomes A, Biswas S, Chakrabarti P, Giri B, et al. A lethal cardiotoxic-cytotoxic protein from the Indian monocellate cobra (Naja kaouthia) venom. Toxicon. 2010; 56(4):569-79. [PMID]
45.Shanbhag VKL. Applications of snake venoms in treatment of cancer. Asian Pacific Journal of Tropical Biomedicine. 2015; 5(4):275-76. [DOI:10.1016/S2221-1691(15)30344-0]
46.De Rosa M, Pace U, Rega D, Costabile V, Duraturo F, Izzo P, et al. Genetics, diagnosis and management of colorectal cancer (review). Oncology Reports. 2015; 34(3):1087-96. [PMID]
47.Sharifi I, Tabatabaie F, Nikpour S, Mostafavi M, Tavakoli Oliaee R, Sharifi F, et al. The effect of Naja naja oxiana snake venom against leishmania tropica confirmed by advanced assays. Acta Parasitologica. 2021; 66(2):475-86. [PMID]
48.Schieber M, Chandel NS. ROS function in redox signaling and oxidative stress. Current Biology: CB. 2014; 24(10):453-62. [PMID] [PMCID]
49.Khoshtabiat L, Mahdavi M. [The role of oxidative stress in proliferation and cell death (Persian)]. Journal of Mazandaran University of Medical Sciences. 2015; 25(127):130-45. [Link]
50.Marques-Aleixo I, Santos-Alves E, Mariani D, Rizo-Roca D, Padrão AI, Rocha-Rodrigues S, et al. Physical exercise prior and during treatment reduces sub-chronic doxorubicin-induced mitochondrial toxicity and oxidative stress. Mitochondrion. 2015; 20:22-33. [PMID]
51.Yap MY, Lo YL, Talbot K, Ong WY. Oxidative stress reduces levels of dysbindin-1A via its PEST domain. Neurochemistry International. 2014; 79:65-9. [DOI:10.1016/j.neuint.2014.10.001] [PMID]
52.Sadat Hoseini SK, Dabidi Roshan V. [The effect of six weeks of voluntary wheel running exercise on hepatic superoxide dismutase levels and apoptosis-inducing factor after doxorubicin administration in aging model rats (Persian)]. Feyz. 2018; 22(3):267-73. [Link]
53.Hashemi-Chashmi SZ, Dabidiroshan V. [The effect of pretreatment of aerobic training on some of the pulmonary stress indices against the toxicity of doxorubicin (Persian)]. Journal of Isfahan Medical School . 2019; 37(559):1422-7. [Link]
54.Ashrafi J, Dabidi Roshan V, Mahjoub S. Cardioprotective effects of aerobic regular exercise against doxorubicin-induced oxidative stress in rat. African Journal of Pharmacy and Pharmacology. 2012; 6(31):2380-8. [Link]
55.Fakhri A, Omranipour R, Fakhri S, Mirshamsi M, Zangeneh F, Vatanpour H, et al. Naja naja oxiana venom fraction selectively induces ros-mediated apoptosis in human colorectal tumor cells by directly targeting mitochondria. Asian Pacific Journal of Cancer Prevention. 2017; 18(8):2201-8. [PMID]
56.Seydi E, Babaei S, Fakhri A, Pourahmad J. Selective toxicity of Caspian cobra (Naja oxiana) venom on liver cancer cell mitochondria. Asian Pacific Journal of Tropical Biomedicine. 2017; 7(5):460-5. [DOI:10.1016/j.apjtb.2017.01.021]
57.Angajia SA, Houshmandia A, Zare Mirakabadib A. Acute effects of the Iranian snake (Naja naja oxiana) venom on heart. Biomacromolecular Journal. 2016: 2(2):97-101. [Link]