مقدمه
آتروفی عضلانی می‌تواند با برخی آسیب‌های بدنی در ارتباط باشد. کاهش عملکرد عضلانی، یکی از مهم‌ترین عوامل مرتبط با کاهش تحرک است که کیفیت زندگی را تحت تأثیر قرار می‌دهد. مکانیسم‌های درگیر در آتروفی عضلانی به‌طور کامل شناخته نشده است، اما اعتقاد بر این است که اختلال در هموستاز کلسیم درون سلولی می‌تواند در پیشرفت عملکرد عضلانی نقش داشته باشد [1]. در شروع انقباض عضلانی، کلسیم از شبکه سارکوپلاسمیک و از طریق گیرنده‌های رایانودین و دی هیدروپیریدین به درون سیتوزول رها می‌شود و درپایان انقباض، کلسیم به داخل شبکه سارکوپلاسمیک برگشت داده می‌شود. در طول هر مرحله از انقباض، کسری از کلسیم از طریق پمپ کلسیم غشایی خارج می‌شود؛ بنابراین، حفظ سطوح عملکردی کلسیم در داخل شبکه سارکوپلاسمیک و جریان ورودی کلسیم تنظیم‌شده توسط سیتوزول در سراسر غشای پلاسمایی برای عملکرد تارهای عضلانی در مراحل مختلف رشد و در پاسخ به وضعیت‌های استرس‌زا اهمیت بسزایی دارد. 
کلسیم ورودی از ذخایر عملیاتی (SOCE)، مکانیسمی در جهت ورود کلسیم خارج سلولی به داخل سلول در پاسخ به کلسیم رهاشده از ذخایر درون سلولی است [2] و نقش بسیارمهمی در کنترل هموستاز کلسیم دارد [3]. پژوهش‌های بسیاری SOCE را به رشد، تکثیر و فرآیندهای آپوپتوزی در بسیاری از سلول‌ها ارتباط داده‌اند. در شرایطی که نیاز به کلسیم افزایش می‌یابد، SOCE به‌عنوان گذرگاهی برای ورود کلسیم عمل می‌کند تا به نیاز افزایش‌یافته برای فرایندهای وابسته به کلسیم در تارهای عضلانی سازگار شود [1]. شواهد پژوهشی نشان می‌دهد مسیرهای پیام‌رسانی کلسیم در عضلات اسکلتی، وابسته به کلسیم ورودی است و SOCE برای حفظ کلسیم، بسیارمهم است تا از ضعف عضلانی جلوگیری و کلسیم موردنیاز را برای تعدیل بیان ژن‌های ویژه عضله تأمین کند [4]. 
پروتئین های متعددی در هماهنگی SOCE درگیر هستند. STIM1، حسگر کلسیمی قرارگرفته در شبکه سارکوپلاسمیک است. نشان داده شده است موش‌های فاقد STIM1 عضلات ضعیفی دارند و در آن‌ها، هر دو نیروی تتانی و نیروی تحریک‌شده در وضعیت خستگی کاهش می‌یابد [4]. پروتئین STIM1 در کنترل ورود یون کلسیم به سلول‌ها در هنگام پایین بودن سطوح کلسیم به‌ویژه از طریق CRAC، دخیل است. جریان یون‌های کلسیم از طریق CRAC موجب سیگنال‌های درون سلولی می‌شود که در بسیاری از عملکردهای سلولی مانند کنترل فعالیت ژنی، رشد و تقسیم سلولی و همچنین عملکرد ایمنی نقش مهمی دارد [5]. 
زمانی که سطوح کلسیم در شبکه آندوپلاسمیک پایین است، تغییراتی در سلول ایجاد می‌شود که STIM1 را قادر می‌سازد تا به پروتئین ORAI1 (هدایت‌کننده کلسیم در سیستم T عضلات) در غشای سلولی متصل شود. پروتئین ORAI1 که بخشی از CRAC است، یک روزنه در غشای سلولی ایجاد می‌کند که از طریق آن یون‌های کلسیم می‌توانند جریان پیدا کنند [6]. همچنین پروتئین میتسوگیومین29 که یک پروتئین ساختاری است به نظر می‌رسد منحصراً در عضله اسکلتی (در لوله‌های عرضی و ترمینال سیسترنا در شبکه سارکوپلاسمیک) بیان می‌شود و در جریان ورودی کلسیم دخیل است [7]. پروتئینMG29 یک عضو ویژه عضلانی از خانواده سیناپتوفیزین است که در کنترل بلوغ و توسعه ساختار لوله‌های عرضی و حفظ سیگنال‌های داخل سلولی کلسیم در عضله اسکلتی شرکت دارد. تخریب ژنتیکی MG29 منجر به تشکیل ناقص شبکه لوله‌های عرضی در عضلات اسکلتی می‌شود [8]. علاوه‌براین موش‌های فاقد ژن MG29 عملکرد غیرطبیعی را در عضلات اسکلتی ازقبیل نیروی انقباضی پائین و اختلال در SOCE نشان می‌دهند. در بیماری‌های تخریب عضلانی مزمن یا اختلالاتی از قبیل آتروفی و سارکوپنیا، موش‌ها‌ی فاقد ژن MG29 بیشتر مستعد خستگی هستند [9]. 
فعالیت ورزشی می‌تواند با ایجاد سازگاری‌های فیزیولوژیک مختلف، عملکرد ورزشی و عضلانی را بهود بخشد [10]. همچنین به‌عنوان یک مداخله مؤثر در کاهش از دست دادن توده و عملکرد عضلانی ارائه شده است [2]. توانایی تارهای عضلانی در پاسخ به تحریکات خارجی به‌عنوان تغییرپذیری عضلانی در نظر گرفته می‌شود. تغییرات درون سلولی مختلفی ازقبیل تغییر در متابولیت‌ها، هیپوکسی، استرس مکانیکی، کلسیم آزاد درون سلولی در این تغییرپذیری‌ها نقش دارند. نشان داده شده است تغییرات دورن سلولی کلسیم با فعالیت عضلانی، فراوان‌ترین و بالقوه‌ترین پیامبر ثانویه در عضلات اسکلتی است [11]. کلسیم درون سلولی نقش مهمی در تارهای عضلانی با هدف تولید نیرو، حفظ تأمین انرژی سلول، تنظیم بیان ژن‌های ویژه عضله و فرایند آپوپتوز ایفا می‌کند [12].
 نشان داده شده است تمرینات هوازی، جابه‌جایی کلسیم را در عضلات اسکلتی بهبود می‌دهند و این همراه با بهبود فعالیت ورزشی و عملکرد عضلات اسکلتی است. در همین راستا، عنوان شده است فعالیت ورزشی، سطوح پروتئین‌های درگیر در رهاسازی و برداشت کلسیم در شبکه سارکوپلاسمی را افزایش می‌دهد [13]. علاوه‌براین، افزایش در بیان ژن و پروتئین دی هیدروپیریدین در پاسخ به فعالیت عضلانی مشاهده شده است [14]. براین‌اساس شناخت سازوکارهای درگیر در آتروفی عضلانی و نقش ژن‌های درگیر در جریان کلسیم به توسعه روش‌های درمانی جدید برای مقابله با وضعیت‌ها و بیماری‌هایی ازقبیل دیستروفی عضلانی و آتروفی ناشی از بی‌تحرکی اهمیت بسزایی دارد؛ بنابراین هدف از انجام پژوهش حاضر بررسی اثر فعالیت بدنی کاهش‌یافته پس از یک دوره تمرین ترکیبی بر بیان ژن‌های  مولکول برهمکنش استرومایی 1، تعدیل‌کننده کلسیم فعال‌شده با آزادسازی کلسیم 1 و میتسوگیومین 29 در عضله پلانتاریس موش‌های نر ویستار بود.  

مواد و روش‌ها
در این پژوهش که به روش تجربی انجام شد، تعداد 16 سر موش صحرایی نر بالغ از نژاد ویستار در محدوده وزنی 20±250 گرم انتخاب شد. جهت آشنایی با محیط حیوان‌خانه، حیوانات در شرایط دمایی 4±22 درجه سانتی‌گراد و تحت چرخه 12:12 ساعت تاریکی-روشنایی در آزمایشگاه حیوانات نگهداری و با غذای مخصوص و آب تغذیه می‌شدند. در سراسر دوره پژوهش موش‌ها توسط دو نفر جابه‌جا و دستکاری شدند و تمام فرایندهای پژوهش حاضر مطابق با کلیه اصول اخلاقی کار با حیوانات انجام شد. 

گروه‌های پژوهش
نمونه‌های حیوانی به‌طور تصادفی به 2 گروه تقسیم شدند. تقسیم‌بندی گروه‌ها به این صورت بود: 
1. گروه کنترل- لیگاسیون عصب نخاعی (8 سر موش)، 
2. گروه تمرین ترکیبی- لیگاسیون عصب نخاعی (8 سر موش). 
در آغاز پژوهش، حیوانات گروه تمرین ترکیبی-لیگاسیون عصب نخاعی به مدت 6 هفته در برنامه تمرینی (تمرین مقاومتی و استقامتی به‌صورت ترکیبی) شرکت کردند. حیوانات گروه کنترل-ترکیبی-لیگاسیون عصب نخاعی در این مدت هیچ‌گونه فعالیت ورزشی انجام ندادند. پس از این مدت، پروتکل لیگاسیون عصب نخاعی به‌مدت 4 هفته در هر دو گروه پژوهش اجرا شد. در پایان، موش‌ها تشریح شدند و بافت‌برداری جهت انجام آزمایش‌های سلولی و مولکولی به عمل آمد. 

برنامه تمرین ترکیبی (استقامتی-مقاومتی)
برنامه تمرین ترکیبی در این پژوهش به این صورت بود که حیوانات گروه تمرین به‌صورت ترکیبی، تمرین استقامتی و مقاومتی را انجام می‌دادند. در آغاز و پیش‌از شروع برنامه تمرین استقامتی، حیوانات به منظور آشناسازی، 5 روز در هفته و به‌مدت 10 تا 15 دقیقه و با سرعت 10 متر در دقیقه بر روی نوارگردان مخصوص جوندگان راه رفتند. برای تمرین استقامتی در پژوهش حاضر از شدت تمرینی متوسط (60-70 درصد اکسیژن مصرفی بیشینه) استفاده شد. بدین صورت که حیوانات گروه تمرین بر روی نوارگردان به‌مدت 6 هفته و هر هفته 3 جلسه در معرض تمرین استقامتی قرار گرفتند. سرعت و مدت تمرین به‌تدریج افزایش می‌یافت (جدول شماره 1).


جهت رسیدن سازگاری‌های به‌دست‌آمده به حالت یکنواخت، تمامی متغیرهای تمرینی در هفته پایانی (هفته ششم) ثابت نگه داشته شد [15]. 
تمرین مقاومتی به شکل بالارفتن از نردبان مخصوص جوندگان همراه با وزنه بود. در مرحله آشنایی با تمرین مقاومتی، موش‌ها به مدت 3 روز و هر روز 10 تا 15 دقیقه با نحوه چگونگی صعود از نردبان آشنا شدند. تمرین اصلی به این صورت بود که وزنه‌های موردنظر ازطریق سیلندر به دم موش متصل شدند و موش در این حالت از نردبان بالا می‌رفت. این تمرین به‌مدت 6 هفته و به‌صورت صعود همراه با وزنه از نردبان 1 متری و با شیب 85 درجه انجام می‌شد. جلسات تمرینی در 2 نوبت صبح (ساعت 9) و عصر (ساعت 2) و هر 3 روز یک بار انجام می‌شد. موش‌ها در هر جلسه، 3 ست 5 تکراری انجام می‌دادند. فاصله استراحتی بین ست‌ها، 2 دقیقه و بین تکرارها 1 دقیقه بود. در مواقع ضروری از شوک الکتریکی (0/2-0/3 میلی‌آمپر) برای تحریک موش‌ها به بالا رفتن از نردبان استفاده می‌شد. نحوه افزایش بار بدین صورت بود که در هفته اول 50 درصد وزن بدن موش استفاده شد و افزایش تدریجی بار در طول برنامه تمرینی اعمال می‌شد [16]. 

پروتکل کاهش فعالیت بدنی با استفاده از مدل لیگاسیون عصب نخاعی
مدل لیگاسیون عصب نخاعی روشی است که به‌طور گسترده برای مطالعه سازوکارهای درد نوروپاتیک و تأثیر داروها و رفتارهای مرتبط با درد مورد استفاده قرار می‌گیرد. جهت ایجاد مدل لیگاسیون عصب نخاعی، ابتدا موش‌ها‌ با سدیم پنتوباربیتال (60 میلی‌گرم در هر کیلوگرم وزن بدن به‌صورت درون صفاقی) بیهوش شدند و سپس عصب پنجم کمری نخاعی آن‌ها براساس روش کیم و چانگ [17] به‌طور محکم گره زده ‌شد. مدت پروتکل لیگاسیون عصب نخاعی، 4 هفته بود. در این روش، پس از اطمینان از بیهوشی حیوان، عضلات بین مهره‌ای در سطح مهره چهارم کمری و دوم خاجی جدا و زائده عرضی مهره ششم کمری برداشته شد. سپس عصب پنجم کمری سمت چپ نخاع مشخص و با ظرافت خاصی از اعصاب مجاور جدا و به‌طور محکم با استفاده از نخ مخصوص (ساخت کشور ژاپن)، دقیقاً در انتهای دیستال جهت اطمینان از ایجاد اختلال در تمام فیبرها گره زده شد. این روش جهت جلوگیری از آسیب به عصب چهارم کمری، با دقت بسیار بالایی انجام شد. 

روش استخراج بافت
موش ها پس از 4 هفته لیگاسیون، بیهوش و بلافاصله وزن‌کشی شدند. سپس در شرایط کاملاً استریل و با استفاده از تیغ جراحی، عضله پلانتاریس با قطع تاندون پروگزیمال و دیستال استخراج شد و با ترازوی آزمایشگاهی (دقت 0/0001؛ مدل GR ساخت شرکت A&D کشور ژاپن) وزن‌کشی شدند و بلافاصله در نیتروژن مایع، منجمد و تا انجام آزمایش‌های سلولی-مولکولی در فریزر نگهداری شدند. 

استخراج RNA و سنتز cDNA 
حدود 50 میلی‌گرم بافت عضله پلانتاریس جهت استخراج total RNA، به نسبت 1 به 10 در QIAzol Lysis Reagent هموژن شد. به‌منظور برداشتن اجزاء پروتئینی، محصول در دمای 4 سانتی‌گراد، 10 دقیقه، 12000 دور سانتریفیوژ شد و سپس به نسبت 1 به 0/5 با کلروفرم مخلوط و به‌مدت 15 ثانیه به‌شدت تکان داده شد. محصول در 4 سانتی‌گراد، 15 دقیقه، 12000 دور سانتریفیوژ و بخش معدنی و آبی از هم جدا شد. سپس بخش محتوی RNA برداشته شد و با نسبت 1 به 0/5 با ایزوپروپانول مخلوط و به‌مدت 10 دقیقه در دمای اتاق رها و سپس در 4 سانتی‌گراد، 10 دقیقه، 12000 دور سانتریفوژ شد. در ادامه، پلت حاوی RNA در اتانول شست‌وشو و در 20 میکرولیتر آب RNAS-Free حل شد. همچنین غلظت RNA با استفاده از دستگاه Eppendorff، Germany مورد سنجش قرار گرفت و نسبت 260 به 280 بین 1/8 تا 2 به‌عنوان تخلیص مطلوب تعریف شد. سنتز cDNA با استفاده از 1 میکروگرم از RNA و با استفاده از کیت سنتز cDNA ساخت فرمنتاز و آنزیم Transcriptase Reverse Mulv انجام شد. 

Real time – PCR
اندازه‌گیری سطوح بیان ژن‌های موردنظر در پژوهش حاضر به‌وسیله روش کمی Real time-PCR با استفاده از Primix syber green II انجام شد. مخلوط واکنش در حجم نهایی 20 میکرولیتر و هر واکنش به‌صورت تکراری انجام شد. طراحی پرایمرها براساس اطلاعات ژن‌ها در مرکز ملی اطلاعات بیوتکنولوژی و توسط شرکت ماکروژن انجام شد. توالی پرایمرهای مورد استفاده در پژوهش در جدول شماره 2 گزارش شده است.


در ضمن از GAPDH به‌عنوان ژن کنترل استفاده شد. برنامه دمایی مورد استفاده در Real time-PCR شامل: 95 سانتی‌گراد به‌مدت 10 دقیقه، 95 سانتی‌گراد به‌مدت 15 ثانیه، 60 سانتی‌گراد به‌مدت 1 دقیقه (تکرار 40 چرخه) است. میزان بیان ژن‌های موردنظر نیز با روش CT∆∆-2 اندازه‌گیری شد. 

روش آماری
از آمار توصیفی جهت توصیف داده‌ها و از آمار استنباطی جهت آزمون فرضیه‌های پژوهش استفاده شد. در بخش آمار استنباطی برای بررسی طبیعی بودن داده‌ها و نیز همگن بودن واریانس‌ها به‌ترتیب آزمون‌های کولموگروف-اسمیرنوف و لون مورد استفاده قرار گرفت. پس از احراز این مفروضه‌ها، جهت تعیین معنا‌داری تفاوت در بیان ژن‌ها از آزمون تی مستقل در سطع معنا‌داری 0/05 و با استفاده از نسخه 20 نرم‌افزار SPSS استفاده شد. 

یافته ها
نتایج آزمون تی مستقل، اثر معنا‌داری در عامل تمرین بر سطوح بیان ژن STIM1 در عضله پلانتاریس در گروه تمرین ترکیبی- لیگاسیون عصب نخاعی نسبت به گروه کنترل- لیگاسیون عصب نخاعی نشان داد (0/01=P)؛ بنابراین، انجام یک دوره تمرین ترکیبی قبل از لیگاسیون عصب نخاعی منجر به افزایش بیان ژن STIM1 در عضله پلانتاریس می‌شود (تصویر شماره 1).

همچنین اثر معنا‌داری در عامل تمرین بر سطوح بیان ژن ORAI1 در عضله پلانتاریس در گروه تمرین ترکیبی- لیگاسیون عصب نخاعی نسبت به گروه کنترل- لیگاسیون عصب نخاعی مشاهده شد (0/002=P)؛ بنابراین، انجام یک دوره تمرین ترکیبی قبل از لیگاسیون عصب نخاعی منجر به افزایش بیان ژن ORAI1 در عضله پلانتاریس می‌شود (تصویر شماره 2).

علاوه‌براین اثر معنا‌داری در عامل تمرین بر سطوح بیان ژن MG29 در عضله پلانتاریس در گروه تمرین ترکیبی-لیگاسیون عصب نخاعی نسبت به گروه کنترل-لیگاسیون عصب نخاعی مشاهده شد (0/02=P)؛ بنابراین، انجام یک دوره تمرین ترکیبی قبل از لیگاسیون عصب نخاعی منجر به افزایش بیان ژن MG29 در عضله پلانتاریس می‌شود (تصویر شماره 3).

بحث
تحلیل توده عضلانی در شرایط عدم استفاده طولانی‌مدت از اندام‌ها ایجاد می‌شود. برخی شرایط فیزیولوژیک (بدون بار کردن مکانیکی اندام‌ها) و پاتولوژیک (اختلال در خون‌رسانی) منجر به آتروفی و تحلیل توده عضلانی می‌شود [18, 19]. در این شرایط، کاهش تولید نیرو و آتروفی ایجادشده می‌تواند کیفیت زندگی افراد را تحت تأثیر قرار دهد [20]؛ بنابراین کشف سازوکارهای مرتبط با آتروفی عضلانی جهت پیشگیری و درمان این پدیده از اهمیت بالایی برخوردار است. در پژوهش حاضر اثر فعالیت بدنی کاهش‌یافته به شکل لیگاسیون عصب نخاعی پس از یک دوره تمرین ترکیبی بر بیان ژن‌های درگیر در جریان کلسیم ارزیابی شد. نتایج پژوهش نشان داد در گروه تمرین ترکیبی- لیگاسیون عصب نخاعی نسبت به گروه کنترل- لیگاسیون عصب نخاعی افزایش بیان ژن‌های مولکول برهمکنش استرومایی 1، تعدیل‌کننده کلسیم فعال‌شده با آزادسازی کلسیم 1 و میتسوگیومین29 مشاهده شد. این نتایج نشان می‌دهد لیگاسیون عصب نخاعی منجر به کاهش بیان این ژن‌ها در عضله پلانتاریس می‌شود و انجام یک دوره تمرین ترکیبی پیش‌از لیگاسیون عصب نخاعی یک اثر جبرانی در این رابطه دارد. 
یون‌های کلسیم داخل سلولی نشان‌دهنده یک واسطه سیگنالینگ هستند که نقش مهمی در تنظیم فرآیندهای مختلف سلولی در عضلات ایفا می‌کند. حفظ هموستاز کلسیم برای حفظ ساختار و عملکرد عضلات اسکلتی بسیار ضروری است. SOCE که با کاهش ذخایر درون سلولی کلسیم فعال می‌شود (به تنظیم عملکردهای مختلف در بسیاری از انواع سلول‌ها کمک می‌کند) برای اطمینان از هموستاز مناسب کلسیم در سلول‌های عضلانی حیاتی است و توسط STIM1 و ORAI1 هماهنگ می‌شود. عموماً پذیرفته شده است که جریان ورودی کلسیم از طریق SOCE نقش مهمی در عملکردهای کوتاه‌مدت و بلندمدت عضلات، تنظیم و تطبیق بسیاری از فرآیندهای سلولی ازجمله انقباض عضلانی، رشد پس از تولد، فنوتیپ و شکل‌پذیری مایوفایبرها دارد. 
نشان داده شده است فقدان یا جهش ژن‌های STIM1/ORAI1 و درنتیجه تغییر درSOCE با عواقب جدی برای عملکرد عضلانی همراه است. همچنین، شواهد نشان می‌دهد تغییر درSOCE می‌تواند باعث تغییر سیگنال‌های کلسیم داخل سلولی در عضله اسکلتی شود که در پاتوژنز بیماری‌های پیش‌رونده عضلانی مختلف مانند مایوپاتی توبولار، دیستروفی عضلانی، کاشکسی و سارکوپنیا نقش دارد [21]. گزارش شده است اتصالات جدید میان شبکه سارکوپلاسمیک و لوله‌های عرضی که در حین فعالیت ورزشی تشکیل شده‌اند که حاوی STIM1 و ORAI1 هستند، به‌عنوان واحدهای ورودی کلسیم عمل می‌کنند. این اتصالات، مسیری را برای بازیابی سریع یون‌های کلسیم از فضای خارج سلولی در طی فعالیت تکراری عضلات فراهم می‌کنند [22]. همچنین نشان داده شده است که پروتئینMG29 در کنترل بلوغ و گسترش ساختار لوله‌های عرضی و حفظ سیگنال‌های داخل سلولی کلسیم در عضله اسکلتی شرکت دارد. تخریب ژنتیکی MG29 منجر به تشکیل ناقص شبکه لوله‌های عرضی در عضلات اسکلتی می‌شود. همچنین مشاهده شده است میزان پروتئینMG29 به‌طور قابل‌توجهی در مدل‌های حیوانی دارای دیستروفی عضلانی کاهش می‌یابد و بیان کاهش‌یافتهMG29 و ساختار مختل‌شده لوله‌های عرضی در نمونه‌های انسانی مبتلا به دیستروفی عضلانی دیده شده است [8]. 
نشان داده شده است در اثر کاهش فعالیت بدنی (بدون بار کردن عضلات)، بیان ژن و پروتئین کانال‌های TRPC1 و TRPC3 در عضلات اسکلتی موش‌ها کاهش می‌یابد و با بارگذاری مجدد، بیان آن‌ها به حالت ابتدایی برمی‌گردد. باتوجه‌به نقش شناخته‌شده این کانال‌ها در رشد عضلات، تغییرات مشاهده‌شده در TRPC1 و TRPC3 ممکن است با فرایندهای آتروفی و بازسازی عضله ارتباط نزدیکی داشته باشد [23]. 
همچنین در بررسی نقش عملکردی و تأثیر آسیب عصبی دردناک بر جریان ورودی کلسیم ذخیره‌شده در سلول‌های عصبی حسی، گزارش شده است که آسیب آکسون در اثر لیگاسیون عصب نخاعی باعث افزایشSOCE و CRAC می‌شود. بااین‌حال، زمانی که ذخایر کلسیم تخلیه شد، SOCE در سلول‌های عصبی آسیب‌دیده و کنترل شبیه به هم بود و سطح STIM1 و ORAI1 توسط لیگاسیون عصب نخاعی تغییری نشان نداد. این نتایج نشان می‌دهد که تنظیم مجدد SOCE پس از لیگاسیون عصبی توسط تخلیه ذخایر کلسیم انجام می‌شود. همچنین سرکوب SOCE، تحریک‌پذیری سلول‌های عصبی را در شرایط کنترل و همچنین نورون‌های آسیب‌دیده افزایش می‌دهد، درحالی‌که سلول‌های عصبی آسیب‌دیده وابستگی خاصی بهSOCE برای حفظ سطوح سیتوپلاسمی و ذخیره کلسیم نشان می‌دهند. این وابستگی، نقش جبرانیSOCE پس از آسیب عصبی را نشان می‌دهد [24]. 
برخی پژوهشگران به بررسی تأثیر تمرینات ورزشی بر هموستاز و جریان ورودی کلسیم پرداخته‌اند. برای مثال ایزدی و همکاران در پژوهشی نشان دادند تمرین تناوبی شدید در موش‌های مبتلا به دیابت، تنظیم نامناسب RyR2 را به‌وسیله یک سازوکار که شدت و مدت تمرین را هدف قرار داده است، بهبود می‌بخشد و این نوع تمرین اثر کاهشی بیان ژن RyR2 و عملکرد نامناسب آن را که از کاردیومیوپاتی دیابتی ناشی می‌شود، طبیعی می‌سازد یا کاهش می‌دهد [25]. علاوه‌براین نشان داده شده است که بیان ژن‌های تنظیم‌کننده کلسیم سلولی مانندSTIM1 و ORAI1 به‌طور قابل‌توجهی در اثر تمرین استقامتی با شدت متوسط کاهش می‌یابد و باعث بهبود سیگنال‌های کلسیم داخل سلولی در لنفوسیت‌های کبدی می‌شود [26]. این نتایج با پژوهش حاضر هم‌خوانی دارد. 
همچنین هم‌راستا با پژوهش حاضر، سازوار و همکاران در بررسی تأثیر تمرین تناوبی شدید بر کانال‌های کلسیمی RyR2 و پمپ کلسیمی در موش‌های صحرایی ایسکمی‌شده نشان دادند که بیان ژن SERCA2a در هر دو گروه تمرین و تمرین- ایسکمی افزایش داشت که این افزایش به‌طور معناداری در گروه تمرین- ایسکمی بیشتر بود و تمرین تناوبی شدید موجب افزایش بیان ژن RyR2 در دو گروه تمرین-ایسکمی و تمرین‌شده می‌تواند انقباضات غیرطبیعی همراه با کاردیومیوپاتی ناشی از ایسکمی عضله قلبی را از بین ببرد و جریان کلسیم در عضله قلبی را تنظیم کند [27]. علاوه‌براین، گلودیا پکرای و همکاران در بررسی خود با عنوان تأثیر تمرین ورزشی به شکل تحریکات الکتریکی تکراری در موش‌های پیر مبتلا به بیماری مایوپاتی لوله‌های عرضی متراکم‌شده که منجر به انباشته شدن STIM1 و ORAI1 به شکل ناکارآمد می‌شود، نشان دادند تمرین ورزشی، تشکیل این بیماری را محدود می‌کند و عملکرد عضلانی را بهبود می‌بخشد [28].
 در بررسی تأثیر تمرین استقامتی بر پاسخ‌های مایوژنیک و جریان یونی ناشی از آتروفی عضلانی نشان داده شده است که افزایش احتمالی محرک‌های همودینامیک نقش مهمی در حفظ پاسخ مایوژنیک و جریان یون کلسیم از کانال‌های TRPC دارد. این امر، تأثیر مثبت تمرین استقامتی در بیماران با فلج اندام را توضیح می‌دهد، زیرا تمرین استقامتی کاهش پاسخ مایوژنیک و جریان‌های یون کلسیم ناشی از آتروفی را کمتر می‌کند [29]. ادواردز و همکاران در بررسی تأثیر تمرین هوازی بر جریان ورودی کلسیم مرتبط با سندرم متابولیک و آترواسکلروز کرونری نشان داده شده است که این شیوه تمرینی با کاهش بیان ژن‌های TRPC1 و STIM1 یک تأثیر محافظتی بر جریان ورودی کلسیم دارد و منجر به کاهش جریان ورودی کلسیم مرتبط با سندرم متابولیک و آترواسکلروز کرونری می‌شود [30]. 

نتیجه‌گیری
باتوجه‌به نتایج پژوهش پیش‌رو مشخص شد لیگاسیون عصب نخاعی منجر به کاهش بیان ژن‌های STIM1، ORAI1 و MG29 در عضله پلانتاریس می‌شود و انجام یک دوره تمرین ترکیبی پیش‌از لیگاسیون عصب نخاعی یک اثر جبرانی در این رابطه دارد که احتمالاً یکی از سازوکارهای مرتبط با اثرات مفید تمرین ورزشی بر هموستاز کلسیم است. بااین‌حال برای مشخص شدن سازوکارهای اصلی در این رابطه به پژوهش‌های بیشتری نیاز است. انجام تمرین ترکیبی از نقاط قوت پژوهش حاضر بود، زیرا این نوع تمرین می‌تواند پاسخ‌ها و سازگاری‌های متفاوتی نسبت به برنامه‌های تمرینی دیگر درپی داشته باشد. از محدودیت‌های پژوهش حاضر می‌توان به عدم ارزیابی ژن‌های مرتبط با آتروفی عضلانی اشاره کرد. 

ملاحظات اخلاقی
پیروی از اصول اخلاق پژوهش
پژوهش حاضر دارای کد اخلاق به شماره IR. KMU. REC. 1399. 190 از دانشگاه علوم پزشکی کرمان است. 

حامی مالی
این پژوهش برگرفته از پایان‌نامه کارشناسی ارشد سبحان نقی‌زاده در گروه علوم ورزشی، دانشکده ادبیات و علوم انسانی، دانشگاه آزاد اسلامی واحد کرمان است. این پژوهش هیچ‌گونه کمک مالی از سازمانی‌های دولتی، خصوصی و غیرانتفاعی دریافت نکرده است.. 

مشارکت نویسندگان
تمام نویسندگان در آماده‌سازی این مقاله مشارکت یکسان داشتند. 

تعارض منافع
براساس نظر نویسندگان، هیچ‌گونه تعارض منافعی در این مقاله وجود ندارد.

References
1.Zhao X, Weisleder N, Thornton A, Oppong Y, Campbell R, Ma J, et al. Compromised store-operated Ca2+ entry in aged skeletal muscle. Aging Cell. 2008; 7(4): 561-8. [DOI: 10. 1111/j. 1474-9726. 2008. 00408. x] [PMID] [PMCID]
2.Edwards JN, Blackmore DG, Gilbert DF, Murphy RM, Launikonis BS. Store-operated calcium entry remains fully functional in aged mouse skeletal muscle despite a decline in STIM1 protein expression. Aging Cell. 2011; 10(4): 675-85. [DOI: 10. 1111/j. 1474-9726. 2011. 00706. x] [PMID]
3.Zhao X, Min CK, Ko JK, Parness J, Kim DH, Weisleder N, et al. Increased store-operated Ca2+ entry in skeletal muscle with reduced calsequestrin-1 expression. Biophysical Journal. 2010; 99(5): 1556-64. [DOI: 10. 1016/j. bpj. 2010. 06. 050] [PMID] [PMCID]
4.Rosenberg PB. Calcium entry in skeletal muscle. The Journal of Physiology. 2009; 587(Pt 13): 3149-51. [DOI: 10. 1113/jphysiol. 2009. 172585] [PMID] [PMCID]
5.Lee KJ, Hyun C, Woo JS, Park CS, Kim DH, Lee EH. Stromal interaction molecule 1 (STIM1) regulates sarcoplasmic/endoplasmic reticulum Ca 2+-ATPase 1a (SERCA1a) in skeletal muscle. Pflügers Archiv: European Journal of Physiology. 2014; 466(5): 987-1001. [DOI: 10. 1007/s00424-013-1361-6] [PMID]
6.Nesin V, Wiley G, Kousi M, Ong EC, Lehmann T, Nicholl DJ, et al. Activating mutations in STIM1 and ORAI1 cause overlapping syndromes of tubular myopathy and congenital miosis. Proceedings of the National Academy of Sciences. 2014; 111(11): 4197-202. [DOI: 10. 1073/pnas. 1312520111] [PMID] [PMCID]
7.Shimuta M, Komazaki S, Nishi M, Iino M, Nakagawara K, Takeshima H. Structure and expression of mitsugumin29 gene. FEBS Letters. 1998; 431(2): 263-7. [DOI: 10. 1016/S0014-5793(98)00770-4] [PMID]
8.Jin F, Choi K-H, Ko J-K, Park K-H, Cheng C, Yao X, et al. Mir181A Targets the 3’UTR of MG29, a Muscle-Specific Synaptophysin Family Gene, for Down-Regulation of MG29 Expression in Dystrophic Skeletal Muscle. Biophysical Journal. 2015; 108(2): 590a. [DOI: 10. 1016/j. bpj. 2014. 11. 3216]
9.Woo JS, Hwang JH, Huang M, Ahn MK, Cho CH, Ma J, et al. Interaction between mitsugumin 29 and TRPC3 participates in regulating Ca2+ transients in skeletal muscle. Biochemical and Biophysical Research Communications. 2015; 464(1): 133-9. [DOI: 10. 1016/j. bbrc. 2015. 06. 096] [PMID] [PMCID]
10.Gibala MJ, Little JP, van Essen M, Wilkin GP, Burgomaster KA, Safdar A, et al. Short-term sprint interval versus traditional endurance training: Similar initial adaptations in human skeletal muscle and exercise performance. The Journal of Physiology. 2006; 575(3): 901-11. [DOI: 10. 1113/jphysiol. 2006. 112094] [PMID] [PMCID]
11.Gundersen K. Excitation-transcription coupling in skeletal muscle: The molecular pathways of exercise. Biological Reviews of The Cambridge Philosophical Society. 2011; 86(3): 564-600. [DOI: 10. 1111/j. 1469-185X. 2010. 00161. x] [PMID] [PMCID]
12.Chin ER. Intracellular Ca2+ signaling in skeletal muscle: decoding a complex message. Exercise and Sport Sciences Reviews. 2010; 38(2): 76-85. [DOI: 10. 1097/JES. 0b013e3181d495d2] [PMID]
13.Bueno Jr CR, Ferreira JCB, Pereira MG, Bacurau AV, Brum PC. Aerobic exercise training improves skeletal muscle function and Ca2+ handling-related protein expression in sympathetic hyperactivity-induced heart failure. Journal of Applied Physiology. 2010; 109(3): 702-9. [DOI: 10. 1152/japplphysiol. 00281. 2010] [PMID]
14.Song W, Kwak HB, Lawler JM. Exercise training attenuates age-induced changes in apoptotic signaling in rat skeletal muscle. Antioxidants & Redox Signaling. 2006; 8(3-4): 517-28. [DOI: 10. 1089/ars. 2006. 8. 517] [PMID]
15.Chae CH, Kim HT. Forced, moderate-intensity treadmill exercise suppresses apoptosis by increasing the level of NGF and stimulating phosphatidylinositol 3-kinase signaling in the hippocampus of induced aging rats. Neurochemistry International. 2009; 55(4): 208-13. [DOI: 10. 1016/j. neuint. 2009. 02. 024] [PMID]
16.Lee S, Farrar RP. Resistance training induces muscle-specific changes in muscle mass and function in rat. Journal of Exercise Physiology online. 2003; 6(2). [Link]
17.Ho Kim S, Mo Chung J. An experimental model for peripheral neuropathy produced by segmental spinal nerve ligation in the rat. Pain. 1992; 50(3): 355-63. [DOI: 10. 1016/0304-3959(92)90041-9] [PMID]
18.Hodges P, Holm AK, Hansson T, Holm S. Rapid atrophy of the lumbar multifidus follows experimental disc or nerve root injury. Spine. 2006; 31(25): 2926-33. [DOI: 10. 1097/01. brs. 0000248453. 51165. 0b] [PMID]
19.Burnett MG, Zager EL. Pathophysiology of peripheral nerve injury: A brief review. Neurosurgical Focus. 2004; 16(5): E1. [DOI: 10. 3171/foc. 2004. 16. 5. 2] [PMID]
20.Fanzani A, Conraads VM, Penna F, Martinet W. Molecular and cellular mechanisms of skeletal muscle atrophy: An update. Journal of Cachexia, Sarcopenia and Muscle. 2012; 3(3): 163-79. [DOI: 10. 1007/s13539-012-0074-6] [PMID] [PMCID]
21.Conte E, Imbrici P, Mantuano P, Coppola MA, Camerino GM, De Luca A, et al. Alteration of STIM1/Orai1-Mediated SOCE in Skeletal Muscle: Impact in genetic muscle diseases and beyond. Cells. 2021; 10(10): 2722. [DOI: 10. 3390/cells10102722] [PMID] [PMCID]
22.Boncompagni S, Michelucci A, Pietrangelo L, Dirksen RT, Protasi F. Exercise-dependent formation of new junctions that promote STIM1-Orai1 assembly in skeletal muscle. Scientific Reports. 2017; 7(1): 14286. [DOI: 10. 1038/s41598-017-14134-0] [PMID] [PMCID]
23.Zhang BT, Yeung SS, Cheung KK, Chai ZY, Yeung EW. Adaptive responses of TRPC1 and TRPC3 during skeletal muscle atrophy and regrowth. Muscle & Nerve. 2014; 49(5): 691-9. [DOI: 10. 1002/mus. 23952] [PMID]
24.Gemes G, Bangaru MLY, Wu HE, Tang Q, Weihrauch D, Koopmeiners AS, et al. Store-operated Ca2+ entry in sensory neurons: Functional role and the effect of painful nerve injury. Journal of Neuroscience. 2011; 31(10): 3536-49. [DOI: 10. 1523/JNEUROSCI. 5053-10. 2011] [PMID] [PMCID]
25.Izadi MR, Gaeini AA, Ravasi AA, Delfan M. [Effect of 4 weeks high intensity interval training on gene expression of Ryanodine receptor calcium channels (RyR2), SERCA2a and Phospholamban in diabetic rat’s heart (Persian)]. Journal of Sport Biosciences. 2018; 10(1): 1-12. [Link]
26.Liu R, Fan W, Krüger K, Xiao Y, Pilat C, Seimetz M, et al. Exercise affects T-Cell function by modifying intracellular calcium homeostasis. Medicine and Science in Sports and Exercise. 2017; 49(1): 29-39. [DOI: 10. 1249/MSS. 0000000000001080] [PMID]
27.Sazvar A, Mehrialvar Y, Ghardashi AA, Nazari MH. [The effect of eight weeks of interval training on gene expression of ryanodine receptors’calcium channels and calcium pump in ischemic rats (Persian)]. J Sabzevar Univ Med Sci. 2018; 25(2): 89-98. [Link]
28.Pecorai C, Michelucci A, Pietrangelo L, Protasi F, Boncompagni S. Exercise prevents formation of tubular aggregates in ageing skeletal muscle fibers of wild-type mice. Biophysical Journal. 2018; 114(3): 470A. [DOI: 10. 1016/j. bpj. 2017. 11. 2588]
29.Yin MZ, Kim HJ, Suh EY, Zhang YH, Yoo HY, Kim SJ. Endurance exercise training restores atrophy-induced decreases of myogenic response and ionic currents in rat skeletal muscle artery. Journal of Applied Physiology. 2019; 126(6): 1713-24. [DOI: 10. 1152/japplphysiol. 00962. 2018] [PMID]
30.Edwards JM, Neeb ZP, Alloosh MA, Long X, Bratz IN, Peller CR, et al. Exercise training decreases store-operated Ca2+ entry associated with metabolic syndrome and coronary atherosclerosis. Cardiovascular Research. 2010; 85(3): 631-40. [DOI: 10. 1093/cvr/cvp308] [PMID] [PMCID]